质粒抽提的原理及操作步骤
质粒抽提方法即去除 RNA，将质粒与细菌基因组 DNA分开，去除蛋白质及其它杂质，以得到相对纯净的质粒。今天我们主要来了解一下质粒抽提原理和操作步骤。
⒈质粒抽提原理
其中用到三种溶液以及硅酸纤维膜（超滤柱）。 溶液Ⅰ：50 mM葡萄糖 / 25 mMTris-HCl/ 10 mMEDTA，pH 8.0；溶液Ⅱ：0.2 N NaOH / 1%SDS； 溶液Ⅲ：3 M 醋酸钾/ 2 M 醋酸/75%酒精。
溶液Ⅰ
葡萄糖是使悬浮后的大肠杆菌不会快速沉积到管子的底部；EDTA是Ca2+和Mg2+等二价金属离子的螯合剂，其主要目的是为了螯合二价金属离子从而达到抑制DNase的活性；可添加RNase A消化RNA。
溶液Ⅱ
此步为碱处理。其中NaOH主要是为了溶解细胞，释放DNA，因为在强碱性的情况下，细胞膜发生了从双层膜结构向微囊结构的变化。SDS与NaOH联用，其目的是为了增强NaOH的强碱性，同时SDS作为阴离子表面活性剂破坏脂双层膜。这一步要记住两点：第一，时间不能过长，因为在这样的碱性条件下基因组DNA片断也会慢慢断裂；第二，必须温柔混合，不然基因组DNA会断裂。
溶液Ⅲ
溶液III的作用是沉淀蛋白和中和反应。其中醋酸钾是为了使钾离子置换SDS中的钠离子而形成了PDS，因为十二烷基硫酸钠（sodium dodecylsulfate）遇到钾离子后变成了十二烷基硫酸钾 （potassium dodecylsulfate, PDS），而PDS是不溶水的，同时一个SDS分子平均结合两个氨基酸，钾钠离子置换所产生的大量沉淀自然就将绝大部分蛋白质沉淀了。2 M的醋酸是为了中和NaOH。基因组DNA一旦发生断裂，只要是50－100 kb大小的片断，就没有办法再被 PDS共沉淀了，所以碱处理的时间要短，而且不得激烈振荡，不然最后得到的质粒上总会有大量的基因组DNA混入，琼脂糖电泳可以观察到一条浓浓的总DNA条带。75%酒精主要是为了清洗盐份和抑制Dnase；同时溶液III的强酸性也是为了使DNA更好地结合在硅酸纤维膜上
⒉质粒抽提步骤
⑴使用质粒提取试剂盒提取质粒时请参考具体试剂盒的操作说明。如Omega公司的E.Z.N.A.® Plasmid Mini Kit I, Q(capless) Spin （质粒提取盒）。
⑵碱裂解手提法：此方法适用于小量质粒DNA的提取，提取的质粒DNA可直接用于酶切、PCR扩增、银染序列分析。方法如下：
①接1%含质粒的大肠杆菌细胞于2mlLB培养基。
②37℃振荡培养过夜。
③取1.5ml菌体于Ep管(离心管)，以4000rpm离心3min，弃上清液。
④加0.lml溶液I（1%葡萄糖，50mM/LEDTApH8.0，25mM/LTris-HClpH8.0）充分混合。
⑤加入0.2ml溶液II（0.2mM/LNaOH，1%SDS），轻轻翻转混匀，置于冰浴5min.
⑥加入0.15m1预冷溶液III（5mol/LKAc，pH4.8），轻轻翻转混匀，置于冰浴5min.
⑦以10，000rpm离心20min，取上清液于另一新Ep管。
⑧加入等体积的异戊醇，混匀后静置10min.
⑨以10，000rpm离心20min，弃上清。
⑩用70%乙醇0.5ml洗涤一次，抽干所有液体。
⑪待沉淀干燥后，溶于50ulTE缓冲液中（或60℃温育去离子水）。
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